<<
>>

1.1 Структура, некоторые физико-химические и спектральные свойства простых белков и апобелковой составляющей сложных белков

К настоящему времени собран обширный материал по структуре белковых макромолекул [71, 75, 84, 134]. Различают четыре уровня организации белка: первичная структура, в основе которой лежит последовательность аминокислотных остатков, связанных между собой пептидной (амидной) связью [168]; вторичная структура, стабилизированная с помощью водородных связей функциональных групп пептидного остова [94, 96, 142, 155]; третичная структура, сконфигурированная посредством ковалентных, ионных, а также гидрофильно/гидрофобных взаимодействий [97, 121, 147]; и четвертичная структура, формируемая, главным образом, за счет гидрофобных взаимодействий, а также водородных и ионных связей [104, 108, 118].

Кроме этого, для белков различают также структурные домены (structural domain), структурные мотивы (паттерны) или последовательности (patterns, structural and sequence motif), супервторичные структуры (supersecondary structure), белковые свертки (protein fold) и супердомены (superdomain) [73, 103, 105, 109, 116, 117, 145, 162].

Накопление информации о структуре белков привело к появлению таких интерактивных баз данных как: Structural Classification of Proteins database (SCOP и SCOP2), посвященной структурной классификации белков [151, 158]; Uniprot (консорциум EBI, SIB и PIR), содержащий, главным образом, базу аминокислотных последовательностей [165]; Protein Data Bank (PDB), являющийся банком данных 3-D структур белков и нуклеиновых кислот [144].

Исследованию различных физико-химических и функциональных свойств белков и их комплексов как в нативном состоянии, так и при воздействии на них различных физико-химических факторов, посвящено достаточно большое количество работ [4, 28, 64, 78, 83]. В настоящее время, существенная часть исследований направлена на решение таких важнейших проблем, как предсказание структуры (в т.ч., путем гомологического моделирования), фолдинг и молекулярный дизайн белка [74, 80, 110, 120].

Однако сколько-нибудь полное описание результатов этих работ потребует другого формата представления.

Как известно, регистрация спектров поглощения молекул позволяет экспериментально находить энергию переходов [44, 69], происхождение которых может быть установлено путем соответствующего анализа электронной структуры молекулярной квантовой системы [16, 40].

Фундаментальной основой этого анализа является теория групп (точечных групп симметрии) [79]. Ее применение в квантовой механике основано на свойстве инвариантности уравнения Шредингера относительно группы симметрии [124].

Такой анализ может быть выполнен как на основе свойств симметрии этих молекул, так и на основе симметрии волновых функций электронов. Это позволяет, не решая стационарное уравнение Шредингера, сделать определенные выводы о свойствах волновых функций и энергетических уровнях системы (число, вырождение, тип симметрии, узловые характеристики заполненных молекулярных орбиталей и др.) [39].

Другой подход к анализу электронной структуры заключается в приближенном решении уравнения Шредингера численными методами. Основой этих методов является теория самосогласованного поля (MFT), теория функционала плотности (DFT), а также их дальнейшее развитие [33, 47, 101].

Распределение электронной плотности в молекуле, поглощение и излучение ею квантов света может быть формализовано в рамках теории молекулярных орбиталей (MO) [66, 141]. Теория базируется на общепринятом приближении, представляющем молекулярную орбиталь как линейную комбинацию атомных орбиталей (MO LCAO) [128]. Заполнение и конфигурация этих орбиталей (равно как и атомных) подчиняется принципу минимальной энергии (принцип Aufbau) по правилу Маделунга-Клечковского, принципу Паули и правилу Хунда [37, 42].

В соответствии с этим, поглощение квантов света в УФ- и видимой областях спектра будет определяться типом перехода, классифицированному по характеру изменений в электронной конфигурации молекул: а^-а*, л^-л*, п^-а* и п^л* [7, 66], а сами энергетические уровни молекулы могут быть представлены в виде термов [44].

Существуют и другие разновидности переходов, обязанные своим происхождением, например, возникновением различных внутри- и межмолекулярных комплексов с переносом заряда [46].

Таким образом, данные построения являются теоретической основой абсорбционной молекулярной спектроскопии электронных переходов.

Вместе с тем, представляется удобным использовать классификацию поглощения света белком, построенную на принадлежности его хромофоров к соответствующему типу: пептидные группы (тип I), боковые группы

аминокислотных остатков (тип II) и простетические группы (тип III) [28].

Для соотнесения результатов квантово-химического моделирования поглощения пептидной (карбамидной) группы с данными, полученными по физической модели, часто используются простые соединения типа формальдегида, ацетона или другие производные, содержащие карбонильную группу [89].

Однако такое соотнесение, в этом и ряде других случаев, не всегда обеспечивает надежную верификацию квантово-химических расчетов, что обусловлено трудностями при подборе соответствующих физических моделей (ограничения по растворимости, образование ассоциатов, комплексов, протекание химических реакций и т.д.), или напротив, имеющаяся физическая система требует усложнения квантово-химических вычислений [28]. Это, в свою очередь, приводит к использованию более грубых приближений для теоретической модели [140], что, однако, качественно не затрудняет интерпретацию положения и интенсивности регистрируемых полос поглощения.

При исследовании спектров поглощения пептидной группы используют и более сложные соединения типа формамида или N-метилацетамида, содержащие не только карбонильную, но и соответственно, аминогруппу [28, 89, 93, 131].

Применение физических моделей молекулы белка, таких как, например, полипептидные цепочки L-лизина с меняющейся степенью полимеризации, дает возможность последовательно проследить изменения спектральных свойств пептидной группы при формировании различных типов укладки вторичной

структуры полимера [146].

В результате исследований пептидной группы было установлено ее светопоглощение, по разным данным, в диапазоне длин волн от 150 до 230 нм.

Соотнесение наблюдаемых полос поглощения к теоретической модели показало, что интенсивный пик поглощения с длиной волны 190-195 нм принадлежит л^-л* переходу, точное положение и интенсивность которого зависит от характера укладки полипептидной цепи. Точка перегиба (inflection point) или плечо в спектре молекулы при 200-210 нм соответствует слабоинтенсивному переходу n^-л*, а полоса в районе 175 нм предположительно относится к переходу типа: п^-а* [28].

По другим данным [23, 122], для пептидной группы наблюдаются следующие полосы поглощения и соответствующие им переходы: интенсивный пик при 190 нм (л1^л*), менее интенсивный — при 165 нм (л2^л*), слабовыраженный — при 220 нм (п^л*), смещающийся при увеличении полярности растворителя в коротковолновую область, а также пик при 150 нм (п^а*).

Также было установлено, что изменение величины pH на спектральные свойства пептидной группы практически не влияет [28].

Таким образом, используя простые в структурном отношении соединения, имитирующие в той или иной части и степени пептидные группы, с помощью методов квантовой химии, в целом, удалось интерпретировать полосы поглощения хромофоров I типа в составе макромолекулы белка путем соотнесения их физических и математических моделей к нативной структуре биополимера [87, 159].

В отличие от пептидной группы, радикалы боковых групп аминокислот поглощают свет в более широком интервале длин волн, вплоть до 320 нм (триптофан, а также тирозин в форме фенолята). Различия в химической структуре хромофоров (сопряженных с ауксохромами) расширяют диапазон варьирования энергии их переходов (по крайней мере, увеличивают эту вероятность).

Для большинства белков светопоглощение хромофоров боковых групп аминокислот в интервале длин волн от 190 до 200 нм вносит существенный вклад в суммарное поглощение биополимера [23].

Однако полосы поглощения хромофоров некоторых аминокислот уступают по интенсивности наиболее выраженным полосам поглощения пептидных связей, причем число таких хромофоров меньше, чем этих связей [28].

Вследствие перекрытия областей поглощения хромофоров I и II типа в диапазоне длин волн от 150 до 230 нм изучение спектральных свойств каждого из них в составе макромолекулы белка сильно затруднено. Кроме этого, исследования при длинах волн от 190 нм и менее (вакуумный ультрафиолет) сопряжены с рядом методических трудностей [25].

Ввиду того, что остатки, в частности, аспарагиновой и глутаминовой аминокислот, а также их амидов, содержат аналогичные пептидным группам хромофоры, с сопоставимой энергией переходов, то их исследование, во многом, может быть проведено с использованием физических моделей и подходов, предложенных ранее для пептидных групп.

Но, если эта аналогия уместна для свободных аминокислот, то, как уже отмечалось, для сформированной полипептидной цепи следует принимать во внимание тот факт, что создаваемая посредством водородных связей вторичная структура обладает кооперативностью. Это определяет спектральные свойства макромолекулы в зависимости от типа укладки цепи, протяженности и доли этой укладки, а также физико-химических параметров среды [146].

Структурированность полипептидной цепи приводит к возникновению спектральных эффектов, характерных для молекулярных кристаллов. Вследствие резонансного взаимодействия возникает расщепление возбужденного электронного уровня (давыдовское расщепление) и гипохромизм полос поглощения пептидных групп (в частности, гипохромизм и гиперхромизм длинноволновой полосы) [18].

Наличие кооперативной структуры также приводит к «упорядоченности» в поляризации проходящего света боковыми группами аминокислот, имеющих хиральные центры (т.е. всех, за исключением глицина). Это позволяет методами дисперсии оптического вращения (ORD) и кругового дихроизма (CD) количественно оценить степень и характер упорядоченности такой структуры, а также по возникающим аномалиям отслеживать конформационные изменения в макромолекуле белка [76, 100].

Другими словами, хиральность радикалов боковых групп аминокислот формирует сигнал, который модулируется степенью и характером регулярности их пространственного расположения, и который несет в себе параметры вторичной структуры белка (зависящей, в свою очередь, в т.ч., от преобладающего типа аминокислотных остатков).

Таким образом, рассмотренные спектральные эффекты, обусловленные регулярностью вторичной структуры белков, существенно усложняют анализ перекрывающихся полос поглощения хромофоров I и II типа.

Вместе с тем, в интервале длин волн от 230 до 320 нм, где практически не поглощают пептидные связи и некоторые хромофоры боковых групп аминокислот, возможно исследовать взаимозависимость структурных и спектральных свойств белка посредством анализа спектров поглощения радикалов фенилаланина, тирозина, триптофана, гистидина, цистеина, метионина и димера цистеина — цистина.

В УФ-диапазоне длин волн в той или иной степени изучены спектральные свойства ароматических, гетероциклических и серосодержащих аминокислот, а также их некоторых производных [23]. В качестве исходной физической модели к фенилаланину, тирозину и триптофану представляется удобным использовать такие соединения как бензол и индол.

Молекула бензола относится к точечной группе симметрии D6h (в системе обозначений Шёнфлиса, широко используемой в спектроскопии [92]). Ее основной переход (т.е. переход между наиболее низкими колебательными уровнями основного и возбужденного состояний) является запрещенным по симметрии. Другими словами, переход становится возможным только в том случае, когда в молекуле существует хотя бы один колебательный квант,

нарушающий эту симметрию [23].

Для метил- и этилбензола сопряжение групп CH3 (C2H5) с п-электронной системой бензольного кольца приводит к частичному нарушению этой симметрии с изменением ее типа с D6h на C2v, при этом снимается запрет на электронный переход, вследствие чего становится возможным его спектральное проявление [23].

Наличие алкильного радикала (Alk) в монозамещенном бензольном кольце вызывает сдвиг полос поглощения п-электронной системы в длинноволновую область спектра (до +6 нм) и приводит к возрастанию их интенсивности. Такое смещение электронной плотности вдоль оси a-связи между C6H5 и CH3 (CH2CH3) группами осуществляется за счет индуктивного и мезомерного (резонансного) механизмов [23].

Так, для бензола один из пиков поглощения соответствует длине волны около 255 нм (запрещенный по симметрии переход lA\g^lB2u). В то же время для метилбензола этот переход приходится на длину волны приблизительно 261 нм. Для галогенов (Hal), проявляющих, как в основном, индуктивный, так и мезомерный эффект, волновой сдвиг по отношению к спектру бензола увеличивается до +9 нм [32].

В экспериментах, высокая летучесть паров бензола (320 мг/л при 20 °С) позволяет избежать влияния конденсированного состояния (а также растворителя) на его спектральные свойства. Это дает возможность получать спектры высокого разрешения с минимальным межмолекулярным взаимодействием.

Сопоставляя спектры поглощения водного раствора фенилаланина и парообразного бензола, можно соотнести положение их пиков путем смещения спектра светопоглощения последнего в длинноволновую область.

Поглощение фенилаланина на средневолновом участке УФ-спектра (MUV) представляет собой серию пиков в виде зубцов, где основной экстремум приходится на длину волны около 258 нм [41], остальные — с разной степенью разрешения, в областях: 241, 247, 251 и 264 нм [41]. Также обнаруживается плохо разрешенный пик полосы в области 267 нм, отсутствующий в спектре молекулы бензола, т.к. соответствует запрещенному по симметрии переходу [32]. В дальней области спектра поглощения (FUV) для этой аминокислоты характерна высокоинтенсивная полоса при 190 нм [99].

Наблюдаемое длинноволновое смещение спектра поглощения водного раствора фенилаланина относительно бензола будет определяться, в том числе, и взаимодействием молекул данной аминокислоты с молекулами полярного растворителя. Подобного рода «красное» смещение в таком растворителе характерно для запрещенных по симметрии п^-п* переходов ароматического радикала. Замена неполярных растворителей на полярные приводит к уменьшению разности энергий переходов л^л*, что и вызывает батохромный сдвиг (положительный сольватохромный эффект) [28].

Фенилаланин обладает очень низкой флуоресценцией с пиком при 282 нм (-0,04), которая в белках практически не проявляется, по всей вероятности, из-за миграции энергии возбужденного состояния на тирозин [34].

Введение в молекулу бензола заместителей, несущих кратные связи, сопрягаемые с п-электронной системой кольца, или заместителей, имеющих неподеленные электронные пары («-электроны), перекрывающиеся своими орбиталями с данной п-электронной системой, вызывает, соответственно, снижение локальной симметрии кольца (до C2v), что приводит к существенному сдвигу интенсивных полос поглощения в «красную» область спектра (по аналогии с Alk).

Тогда присутствие в бензольном кольце гидроксильного заместителя (OH), имеющего w-электроны, вызывает сдвиг пиков в спектре поглощения приблизительно на +15 нм и увеличивает их интенсивность. Как уже отмечалось, для бензола один из максимумов поглощения соответствует длине волны около 255 нм. Замена алкильного радикала на гидроксильный в этом случае приводит к смещению данного пика примерно с 261 нм до 270 нм [32].

Таким образом, смещение частот в спектрах поглощения фенола, 4- метилфенола, N-ацетилтирозинамида и тирозина относительно бензола связано со значительным возмущением в п-электронной системе бензольного кольца, вызванного ОН заместителем в результате возникновения индуктивного и резонансного эффектов, причем выраженных в большей степени, чем для Alk [23].

Наблюдаемое снижение степени разрешения пиков в спектре поглощения тирозина хорошо согласуется с правилом: чем больше батохромный сдвиг полос поглощения бензольного кольца, тем менее выражена в спектре его тонкая структура.

Близость места протонирования гидроксильной группы к п-электронной системе бензольного кольца тирозина приводит к весьма значительным девиациям волнового сдвига и изменениям в интенсивности поглощения, что может быть использовано для титрования и оценки степени гидрофобного окружения этих аминокислотных остатков [28].

При нейтральных и кислых значениях pH спектр поглощения тирозина характеризуется интенсивной полосой при 192 нм (FUV), выраженными пиками в области 222 и 275 нм, плечом с длиной волны примерно 282 нм и плохо разрешенным пиком при 267 нм (MUV). Его фенолят-анион имеет максимумы поглощения в области 240 и 293 нм [99].

В водных растворах тирозин флуоресцирует при длине волны 303 нм (-0,2). Однако в белках интенсивность его флуоресценции минимальна вследствие тушения водородной связью между фенильным гидроксилом и ближайшей ионизированной карбоксильной группой [34].

Индол, 3-метилиндол, триптофан представляют собой гетероциклические ароматические соединения, спектры поглощения которых обусловлены переходами в системе делокализованных п-электронов.

Присутствие гетероатома (азота) снимает квантово-механический запрет по симметрии, разрешая все электронно-колебательные переходы в молекуле индола и его производных [35].

Для этих соединений характерно наличие двух переходов A^1La и A^1Lb (верхний индекс — мультиплетность, нижний — направление ориентации). Осцилляторы этих переходов лежат в плоскости индольного кольца и

ориентированы друг к другу под углом в 66° [34].

У триптофана и его производных наблюдается длинноволновое смещение спектра светопоглощения относительно индола. Результатом такого смещения является полное перекрытие полос поглощения, которые соответствуют переходам !La и !Lb [23].

При этом, сами переходы (!La и !Lb) дают разные спектральные сдвиги при изменении полярных свойств и зарядов в окружении хромофорной группы. В большей степени претерпевает смещение полоса перехода !La, т.к. он сильнее подвержен влиянию внутри- и межмолекулярных взаимодействий, чем !Lb [23].

Спектр поглощения триптофана очень слабо зависит от величины концентрации ионов водорода. Ионизация иминогруппы в щелочной среде с высоким pH (до 14) приводит к появлению полосы при 310-315 нм [23].

В нейтральной и кислой среде триптофан поглощает при следующих длинах волн: полоса высокой интенсивности при 195 нм (FUV), пик при 218 нм (MUV). Характерные полосы поглощения для 1La и 1Lb переходов: 279-280 нм — наиболее интенсивная светопоглощающая компонента, 288 нм — наиболее выраженный пик поглощения и 271-273 нм — плечо в спектре [41].

В водных растворах триптофан обладает выраженной флуоресценцией с максимумом при 350 нм (-0,17). В белковой матрице боковые группы этой аминокислоты флуоресцируют с пиком в области 328-350 нм, что зависит от характера микроокружения ее хромофоров. Квантовый выход флуоресценции при этом варьирует в очень широких пределах: от 0,02 до 0,4 [34].

При низких температурах триптофан и его боковые группы в составе белка фосфоресцируют при длинах волн в окрестностях 410, 440 и 480 нм с квантовым выходом -0,1 [34].

Для гистидина, имеющего в своем составе хромофорную группу имидазола, в MUV диапазоне длин волн обнаруживается интенсивная полоса поглощения в районе 212 нм и слабовыраженная, размытая — в окрестностях 280 нм. Применение фемтосекундного лазера позволяет получить транзиентный спектр данной аминокислоты, где полоса в области 280 нм выявляется более

уверенно [129].

Изменение ионного состояния хромофора гистидина, мало сказывается на ее спектральных свойствах [23].

По некоторым данным, эта аминокислота обладает слабой сенсибилизированной флуоресценцией в области 360 нм [49].

Поглощение серосодержащих аминокислот цистеина, метионина и цистина обусловлено n^-a* переходом [23] (по другим данным [34], a^a* переходом).

С уменьшением длины волны падающего УФ-света для данных аминокислот наблюдается монотонный рост их светопоглощения. Для цистина в окрестностях 250 нм отмечается наличие размытого пика или точки перегиба полосы поглощения [23], однако, это наблюдается не во всех случаях [34]. Аналогичная ситуация отмечается и для цистеина [23].

В кислой среде цистеин поглощает только в FUV области, с максимумом при 190 нм, но по мере увеличения pH полоса светопоглощения сдвигается в длинноволновую часть спектра и интенсивность ее нарастает [23].

Из серосодержащих аминокислот наибольшим поглощением обладает цистин. Однако он к флуоресценции и фосфоресценции не способен [34].

Отношение интенсивностей поглощения одних боковых групп аминокислот к другим сильно зависит от длины волны и варьирует в широких пределах. Поэтому такое сопоставление предпочтительнее проводить через соотношение интегралов спектров светопоглощения в соответствующем диапазоне длин волн.

Так, например, в области 190-200 нм полоса поглощения тирозина (192 нм) превосходит наиболее интенсивную (на этом участке спектра) полосу триптофана (195 нм). Отношение площадей спектров поглощения для данных аминокислот — также в пользу тирозина. Но в интервале длин волн от 200 до 230 нм и более, преимущество в поглощении как по интенсивностям пиков, так и по площади светопоглощения — на стороне триптофана. При этом интенсивность пика поглощения в определенном диапазоне длин волн не связана напрямую с

площадью светопоглощения.

Исследование полос поглощения аминокислот требует применения различных экспериментальных подходов. Увеличение температуры образца приводит к уширению этих полос (что, в принципе, также несет в себе информацию). Однако это позволяет перевести исследуемое соединение из конденсированного состояния в парообразное (если это возможно), что дает выигрыш в спектральном разрешении, т.к. межмолекулярные взаимодействия при этом ослабевают.

Другой подход ориентирован на «вымораживание» колебательных мод низкой температурой и уменьшения этих взаимодействий, что также повышает разрешение в спектрах поглощения. Это достигается применением различных методик и технологий, начиная от стеклующихся растворителей и матриц Шпольского и заканчивая матричной изоляцией молекул в твердых инертных газах и низкотемпературной селективной лазерной спектроскопией [58].

Кроме этого, используются и традиционные подходы, основанные на применении растворителей с различными физико-химическими свойствами: полярностью, ионной силой, концентрацией ионов водорода, температурой и др. (спектроскопия температурно- и сольвентно-пертурбационными возмущениями) [23, 58].

Повышение информативности спектров поглощения также может быть достигнуто такими конформационно-чувствительными методами, как дифференциальная и производная спектрофотометрия [23, 34].

Таким образом, исследование аминокислот, их хромофорных групп, является одним из наиболее интересных и значимых направлений, фундаментом при изучении белков на субмолекулярном уровне.

Однако и здесь остается невыясненным ряд вопросов, в частности, связанных с поиском и соотнесением полос поглощения хромофоров к электронным переходам молекулы, межмолекулярным взаимодействием в изотропных и анизотропных средах, формализацией этих процессов и переходных состояний. Поэтому исследования в данной области еще далеки от завершения.

Спектры поглощения простых белков (а также апобелковой компоненты макромолекулы) характеризуются в УФ-диапазоне длин волн двумя полосами светопоглощения. Первая полоса находится в FUV диапазоне, с максимумом при 190-195 нм. Ее происхождение определяется суперпозицией поглощения хромофоров I и II типа. Вторая полоса имеет максимум в районе 280 нм. Эта полоса формируется хромофорами II типа [28].

В отличие от флуоресценции, светопоглощение белка, в первом приближении, может быть представлено аддитивной моделью, слагаемые которой являются хромофорами пептидных групп и аминокислот [41]. В области, где поглощают только лишь хромофоры II типа, эта аддитивность реализуется лучше всего.

Из аминокислот, которые поглощают в диапазоне длин волн 240-320 нм, триптофан имеет самое интенсивное светопоглощение, далее следует тирозин, фенилаланин и цистин [23]. Поглощение гистидина, цистеина и метионина минимально и становится доступным к определению, начиная приблизительно от 250 нм и менее [41].

Исходя из парциального вклада этих аминокислот в светопоглощение белка, следует отметить, что несмотря на обычно низкое содержание триптофана в белках, и достаточно высокое — тирозина, доля гетероциклической аминокислоты в спектрах поглощения, тем не менее, превалирует [28]. У таких глобулярных белков, как альбумин, гемоглобин или каталаза, парциальная доля поглощения фенилаланина достаточно велика, но не превышает таковую для отмеченных выше ароматических аминокислот. Высокое содержание цистина может вносить вполне определенный вклад в спектр поглощения макромолекулы, но только в области поглощения от 250 нм и менее. Для гистидина, цистеина и метионина, даже их достаточно высокое содержание в биополимере сколько- нибудь значимо форму или интенсивность спектра поглощения не меняют [41].

Следует отметить, что в диапазоне длин волн 240-320 нм практически все спектры поглощения аминокислотных остатков перекрываются между собой. Однако для спектров светопоглощения тирозина и триптофана характерна интерференция полос поглощения, которая приводит к тому, что изменение соотношения аминокислот в макромолекуле или их волновой сдвиг друг относительно друга меняют результирующую картину положения пиков в спектре белка.

Ранее было показано, что в УФ-спектрах светопоглощения некоторых белков крови положение полос поглощения смещено в длинноволновую область относительно таковых для свободных аминокислот: фенилаланина, тирозина и триптофана [41]. Установлено, что, в частности, нативный спектр поглощения молекулы альбумина отстоит от его аддитивной модели примерно на 3 нм в сторону больших длин волн [28].

Влияние микроокружения хромофоров аминокислот в составе белковой матрицы и моделирующих такое окружение системах изучено достаточно подробно [14]. Выявлено, что изменение показателя преломления среды приводит к батохромному сдвигу полос поглощения в спектрах светопоглощения аминокислот [28]. Исследована способность боковых групп аминокислотных остатков тирозина и триптофана формировать водородные связи и влияние этих связей на спектральные свойства хромофоров [23]. Изучено влияние заряженных групп хромофоров аминокислот, ионизированных карбоксильной и аминогрупп при образовании пептидной связи [23, 28].

Таким образом, на данный момент в литературе представлены обширные сведения по спектральным свойствам белков, аминокислот, несущих хромофорные группы, химических производных этих аминокислот в различных модельных средах и матрицах, а также их квантово-химических моделях. Исследование спектральных свойств молекул представлено широким набором методик и техник измерения образцов [132].

Однако, в заключении к этой части главы, следует отметить некоторую универсальность проблемы, характерную для больших массивов разнородных данных. Отсутствие, по определению, унификации протоколов эксперимента и обработки результатов исследований (например, для гомологичных форм одного и того же белка) при сопоставлении данных из различных литературных источников не всегда позволяет корректно проводить такие сравнения. То есть, для одного и того же объекта исследования возникает такое варьирование показателя, которое превышает разность сигналов, наблюдаемых при изменении параметров этого объекта, зарегистрированных в одинаковых условиях.

По содержательной части необходимо отметить, что определенная консервативность структуры белков в нативном состоянии дает возможность оценить норму вариабельности положения и интенсивности перекрывающихся полос поглощения хромофоров макромолекулы, а также их идентифицировать и классифицировать. Это мы и попытались реализовать.

<< | >>
Источник: Лавриненко Игорь Андреевич. РАЗРЕШЕНИЕ, ИДЕНТИФИКАЦИЯ И АНАЛИЗ ПЕРЕКРЫВАЮЩИХСЯ ПОЛОС ПОГЛОЩЕНИЯ ХРОМОФОРОВ НЕКОТОРЫХ ПРОСТЫХ И СЛОЖНЫХ БЕЛКОВ В ДИАПАЗОНЕ ДЛИН ВОЛН 240-320 НМ. 2015

Еще по теме 1.1 Структура, некоторые физико-химические и спектральные свойства простых белков и апобелковой составляющей сложных белков:

  1. ВВЕДЕНИЕ
  2. 1.1 Структура, некоторые физико-химические и спектральные свойства простых белков и апобелковой составляющей сложных белков
  3. 3.1 Разрешение полос поглощения в спектрах белков с помощью второй производной
  4. 4.1 Разработка способа разложения УФ-спектров поглощения хромопротеидов на составляющие светопоглощения апобелковой и небелковой компонент
  5. ЗАКЛЮЧЕНИЕ